Характер и повторяемость аскарид

Паразиты и переносчики, том 16, Артикульный номер: 175 (2023) Цитировать эту статью

568 Доступов

1 Цитаты

1 Альтметрика

Подробности о метриках

Недавно был предложен иммуноферментный анализ на копроантиген (ИФА) для выявления аскаридных инфекций у кур. Характер выделения аскаридных антигенов через куриные фекалии и последовательность измерений в течение инфекции в настоящее время неизвестны. В этом исследовании оценивается характер и повторяемость антигена червей на грамм фекалий (APG) и сравниваются диагностические характеристики ИФА на копроантиген с ИФА на антитела в плазме и яичном желтке и подсчетом фекальных яиц по МакМастеру (M-FEC) в разные недели после заражения. (ВПИ).

Образцы фекалий, крови и яичного желтка были собраны у кур-несушек, которые были перорально инфицированы смесью яиц Ascaridia Galli и Heterakis Gallinarum (N = 108) или содержались в качестве незараженного контроля (N = 71). Были проведены измерения, включая (а) APG с использованием ELISA копроантигена, (b) количество яиц на грамм фекалий (EPG) с использованием метода Макмастера и (c) аскарид-специфический IgY в плазме и в яичных желтках с использованием ELISA с антителами, специфичными к аскаридам). между wpi 2 и 18.

Были количественно оценены зависящие от времени существенные различия в ПНГ между инфицированными и неинфицированными курами-несушками. При wpi 2 (t(164) = 0,66, P = 1,00) и 4 (t(164) = -3,09, P = 0,094) между группами не наблюдалось существенных различий, тогда как у инфицированных кур наблюдались значительно более высокие уровни APG, чем у контрольной группы. на wpi 6 (t(164) = −6,74, P <0,001). Как показывает высокая общая оценка повторяемости 0,91 (ДИ = 0,89–0,93), ПНГ можно было последовательно измерять у одного и того же человека. По сравнению с McMaster и ELISA на антитела, ELISA на копроантиген показал самую высокую общую диагностическую эффективность (площадь под кривой, AUC = 0,93), хотя различия зависели от времени. От 6-го по 18-й день ИФА на копроантиген имел AUC > 0,95, в то время как ИФА на плазменный IgY показал самую высокую диагностическую эффективность в wpi 2 (AUC = 0,95). M-FEC имел самую высокую корреляцию с общей нагрузкой червей, тогда как APG имела самую высокую корреляцию с массой и длиной A.galli.

Экскрецию антигена аскарид через куриные фекалии можно измерить с высокой точностью и повторяемостью с помощью ИФА копроантигена. Экскреция антигена со временем увеличивается и связана с созреванием червей, особенно с размером A.galli. Наши результаты свидетельствуют о необходимости дополнительного использования различных диагностических инструментов для более точной диагностики инфекций.

Пропаганда методов, улучшающих благополучие кур-несушек, приводит к увеличению использования бесклеточных систем содержания. При наличии доступа на улицу куры-несушки могут лучше проявлять свое естественное поведение и испытывать меньше страха и стресса в системе свободного выгула [1]. В результате содержания кур в бесклеточных системах содержания желудочно-кишечные нематоды, в частности Ascaridia Galli и Heterakis Gallinarum с орально-фекальными путями передачи, получили широкое распространение и связаны с производственными потерями даже при минимальных клинических признаках или их отсутствии [2, 3,4,5,6,7]. В таких системах куры-несушки находятся в более тесном контакте с экскрементами, что обеспечивает орально-фекальную передачу гельминтной инфекции [3]. Сдерживание распространения инфекций и снижение их влияния на продуктивность кур во многом зависит от ранней и точной диагностики.

Существует несколько важных критериев, которые следует учитывать при выборе метода диагностики гельминтозов домашнего скота. Первый заключается в правильной идентификации и дифференциации всех инфицированных и неинфицированных животных (т.е. качественная диагностика). Раннее выявление гельминтозов может предотвратить распространение инфекции внутри и между стадами. Это также может иметь решающее значение для целевого лечения поголовья, которое может быть экономически эффективным и может смягчить развитие лекарственной устойчивости среди паразитов [8]. Второй критерий заключается в том, чтобы диагностический инструмент был способен оценить интенсивность инфекции (т.е. количественный диагноз) путем установления значимой корреляции между результатом измерения и фактической зараженностью гельминтами животного-хозяина. Оценка интенсивности заражения важна для домашней птицы и другого домашнего скота, поскольку влияние гельминтной инфекции на продуктивность, здоровье и благополучие животных, вероятно, тем сильнее, чем выше количество гельминтов (например, [9]). Количественный диагноз также важен при тестировании эффективности антигельминтных средств, которое в настоящее время основано на уменьшении количества яиц в фекалиях (FEC) или количества червей посредством аутопсии [10].

43.5 mm) from immature females (< 43.5 mm) [25]. Worm length was measured for both A. galli and H. gallinarum using a ruler with measurement precision of 1 mm. Length measurement was based on the worm classification (i.e., larvae, mature immature, males). Only intact worms for each classification (maximum of 10 per bird) were randomly selected and measured. The average of the selected worms was multiplied by the total number of worms in each classification [25]. The weight (mg) of A. galli was estimated from the length (mm) of female and male A. galli using the Le cren weight–length relationship model [28]. The average weight of A. galli was also calculated with respect to the total A. galli burden in each hen. To establish the Le cren weight–length relationship, we used a data set from a previous experiment (Additional file 1: Fig. S1), where both the weight and length of A. galli were precisely measured. For the measurement of A. galli weight, a precision (0.1 mg readability) analytical balance (Mettler Toledo GmbH, Gießen, Germany) was used. The precision of length measurements was the same as in the present study (i.e., 1 mm)./p> 0.90) [33]./p> 0.05) in their antigen concentration across different wpi throughout the experiment (Fig. 2), whereas there was a statistically significant increase (P < 0.05) in the APG values of infected laying hens across the wpi. APG in the infected laying hens was significantly different (t(164), = −4.62, P < 0.001) in the early stages of infection (between wpi 2 and 4), while at later phases (e.g., between wpi 6–18, [t(164), = −3.09, P = 0.094]) there was no significant difference in the APG of infected laying hens./p>

0.90) was confirmed for this method within all wpi. Its diagnostic test accuracy was highest at wpi 18 (AUC = 1.00). Similarly, the specificity and sensitivity of the assay increased over time; by wpi 4, the assay yielded 100% specificity but with low sensitivity of 39%. To fully compare the accuracy of the coproantigen ELISA method (i.e., APG) with faecal egg counts (i.e., EPG) and plasma and egg yolk IgY ELISA, the available data for EPG and IgY assay were used. The overall AUC for FEC was 0.91, while plasma and egg yolk IgY assay yielded overall accuracy of AUC = 0.83 and 0.88, respectively (Fig. 5a). The DeLong test showed no significant difference between coproantigen ELISA and FEC (Z = 0.674, P = 0.501) and egg yolk IgY ELISA (Z = 1.645, P = 0.100), whereas the overall accuracy of plasma IgY assay was significantly (Z = 2.336, P = 0.019) lower. Both FEC and coproantigen ELISA had 100% specificity, while specificity was lower for the plasma IgY assay (72.9%) and egg yolk IgY assay (80%). FEC demonstrated the highest sensitivity, at 82.2%, followed by egg yolk IgY with sensitivity of 80%, while both coproantigen and plasma IgY ELISA had sensitivity of 76.7%./p>

Новости